蛛网膜下腔出血(SH)大鼠模型

Rat Model for Subarachnoid Hemorrhage (SH)

SAH

  • 编号DSI691Ra02
  • 物种Rattus norvegicus (Rat,大鼠) 相同的名称,不同的物种。
  • 原型物种
  • 来源枕大池注血法
  • 模式动物品系SPF级SD大鼠,健康,6~8W,雄性,体重为180g-200g。
  • 实验分组实验分六组:正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
  • 实验周期4-6 weeks
  • 建模方法SAH动物模型的构建:大鼠称重后以10%水合氯醛按0.4g/kg腹腔麻醉,麻醉成功后剃除颅顶部毛发,取俯卧位,将动物头部固定于脑立体定位仪上,保持颅顶水平位置。手术区常规消毒,沿颅顶正中矢状线切开长约2cm皮肤,钝性分离肌肉及骨膜,双氧水消毒及止血,在距前囱正中线前6mm、中线旁开2~3cm处,用5mL注射器针头钻孔,手术显微镜下用4号针头小心将脑膜挑破,见清亮脑脊液流出时,在矢状面将导管向前倾斜30°插入,直至尖端达前颅窝底,深度距大脑表面约1.0cm。骨孔用骨蜡密封住。连接注射器轻柔抽吸,见清亮脑脊液流出后,证实进入蛛网膜下腔。局部消毒后剪除长约2cm鼠尾,快速接取鼠尾动脉血300μL,用微量注射注入蛛网膜下腔,注射时间为20s。拔出导管,医用生物胶封闭骨孔,逐层缝合皮肤,放入保暖箱内。大鼠麻醉苏醒后放回饲养箱饲养并观察。
  • 应用用于研究蛛网膜下腔引起的脑部损伤
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  • 规格 每例
  • 价格 ¥ 780
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  • 蛛网膜下腔出血(SH)大鼠模型 产品包装(模拟)
  • 蛛网膜下腔出血(SH)大鼠模型 产品包装(模拟)
  • 蛛网膜下腔出血(SH)大鼠模型 Fig. Injection of autogenous blood
  • Certificate 通过ISO 9001、ISO 13485质量体系认证

模型评价

1 大体观察
观察各组大鼠脑表面周围的积血/血凝块情况。
2 神经认知功能评分
分别于损伤后48h,参照Kaoutzanis等的行为学评分:
自由进食2分,拒绝进食1分;
运动反应:自由行走5分,行走困难4分,不能行走3分。
刺痛时肢体收缩2分,刺痛时无反应1分;
睁眼反应:自行睁眼4分,声音刺激睁眼3分,刺痛睁眼2分,不能睁眼1分。总分11分。
3 生理学检测
测定血脑屏障的变化。
血脑屏障渗透性测定:
⑴脑组织中伊文氏蓝(EB)含量的测定参照周永刚等方法,首先建立标准回归曲线,取EB 10mg溶于100ml生理盐水中,取0.1ml加入1.9ml甲酰胺中混匀作为第一管,再从中取0.1ml加入1.9ml甲酰胺中混匀作为第二管,依次取1ml加入1ml甲酰胺中混匀作为第三管,类推并共做6管,37℃水浴48h,采用荧光分光光度仪610nm进行比色,蒸馏水做空白。按公式计算脑组织EB含量:脑组织EB含量(μg/g脑组织):A×甲酰胺量(mL)÷脑湿重(g)(A为根据标准曲线回归方程,求得的样品EB含量,单位为ng/mg)。
⑵各组大鼠于处死前1h经股静脉注射2%伊文氏蓝(EB)2ml/kg,为清除血液中染料,用穿刺针向左心室关注生理盐水,直至右心室流出清澈透明液体为止,开颅快速切取大鼠颞底皮层脑组织称重。将样品放入盛有50%三氯乙酸(TCA)溶液1.5ml的匀浆器中,匀浆和离心(10000r/min,20min),取上清液1.0ml,放入1.5ml混合液(50%TCA和无水乙醇按1:3比例配制而成),充分混匀。检测。

组织病理学

4 HE染色:
在SD大鼠成功建模48h后,给予10%水合氯醛进行腹腔注射麻醉(3-4ml/kg),立即进行断头取脑组织,取血凝块周围的脑皮层组织,用于观测各组老鼠脑组织损伤情况,切片进行全景扫描。
5 免疫组化
取血凝块周围的脑皮层组织,使用MBL-C抗体检测,切片进行全景扫描。
6 原位细胞凋亡检测TUNEL实验
取血凝块周围的脑皮层组织,检测各组大鼠蛛网膜下腔出血后组织细胞的凋亡情况。切片进行荧光全景扫描。
7 WB检测蛋白质表达
取血凝块周围的脑皮层组织检测MBL-2、C3、TLR4、p65、p-p65表达水平。

标志因子水平

统计学分析

应用SPSS软件进行统计分析,计量资料以均数±标准差(x ±s)表示,采用t检验,组间比较采用单因素方差分析,P<0.05表示有显

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